第八章 循环系统
第一节 电解质及药物对离体心脏活动的影响
［实验目的］
（1)掌握straud离体蛙心的灌流方法。
（2)观察钠、钾、钙三种离子与肾上腺素、异丙肾上腺素、去甲肾上腺素、 Ach、 强心甙、氨茶碱等对离体心脏的作用。
［实验动物］
蟾蜍或青蛙性别不拘
［药品、器材］
生物信息记录仪、张力传感器、蛙类手术器械一套、玻璃分针、滤纸、棉球、浇杯2个、缝线、滴管2支、蛙心夹 、铁支架、双凹夹2个、试管夹、蛙心插管、任氏液、0.65%NaCl、3%ＣaCl2、1%KCI,1:10 000肾上腺素、1:100 000Ach、1:10000异丙肾上腺素、25:1000氨茶碱(2.5%)、25:100 000毒K(0.025%)。
［观察指标］
心功能：心跳频率、幅度，心搏曲线和舒缩程度
［方法、步骤］
1.离体蛙心制备
取蟾蜍一只，破坏脑和脊髓后，仰卧固定在蛙板上，从剑突下将胸部皮肤向上剪开，然后剪开胸骨和胸膜，暴露心脏（图8-1)。
在主动脉干下方引两根线，一条在主动脉上端结扎作插管时牵引用，另一根则在动脉圆锥上方，糸一松结用于结扎固定蛙心插管。
图8-1暴露蛙心
左手持左主动脉远心端的结扎线，用眼科剪在松结上方左主动脉根部剪一小斜口，右手将盛有少许任氏液，大小适宜的蛙心插管由此剪口处插入动脉圆锥，当插管头到达动脉圆锥时，再将插管稍向后退，并转向心室中央方向，在心室收缩期插入心室，判断蛙心插管是否进入心室可根据插管内的任氏液液面能否随心室的舒缩而上下波动。如蛙心插管已进入心室，则将预先准备好的松结扎紧，并固定在蛙心插管的侧钩上以免蛙心插管滑出心室。剪断主动脉左右分支。
轻轻提起蛙心插管以抬高心脏，用一线在静脉窦与腔静脉交界处作一结扎，结扎线应尽量下压，以免伤及静脉窦，在结扎线外侧剪断所有组织，将蛙心游离出来。
用新鲜的任氏液反复换洗蛙心插管内含血的任氏液，直至蛙心插管内无血液残留为止，此时离体蛙心已制备成功，可供实验。
2.仪器装置
按图8-2连接实验装置，依仪器使用方法调试好记录仪。将蛙心插管固定在铁支架上，用蛙心夹在心室舒张期夹住心尖，并将蛙心夹的线头连至张力传感器的应变片上，此线应有适宜的紧张度。
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图8-2 实验记录装置
3.观察项目：
（1)描记正常蛙心搏动曲线，注意观察心跳频率、幅度及心室舒缩程度。
（2)把蛙心插管内的任氏液全部更换为0.65%NaCl溶液，观察心跳变化。
（3)把0.65%NaCl吸出，用新鲜任氏液反复换洗数次，待曲线恢复正常时，在任氏液内滴加3%CaCl2 1～2滴，观察心功能变化。
（4)将含有CaCl2任氏液吸出，用新鲜的任氏液反复换洗，等曲线恢复正常后在任氏液中加1%KCI 1～2滴，观察心功能变化。
（5)速将含有KCI的任氏液吸出，用新鲜的任氏液反复换洗，等待曲线恢复正常后，再在任氏液中加1：10000肾上腺素溶液1～2滴，观察心功能的变化。
（6)肾上腺素的任氏液吸出，用新鲜的任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，再在任氏液中加入1：100000的Ach1～2滴，观察心功能变化。
（7)将含有Ach的任氏液吸出，用新鲜的任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，再在任氏液中加入1：10000异丙肾上腺素1～2滴，观察心功能的变化。
（8)将含有异丙肾上腺素的任氏液吸出，用新鲜的任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，再将插管内任氏液换成钙离子任氏液，观察心功能变化。
（9)当心力出现衰竭时，加入25：100 000的毒K 0.3ml观察心功能变化，然后重复（8)。
（10)当心力出现衰竭时，加入25:10 000氨茶碱0.3ml，观察心功能变化。
［注意事项］
(1)制备蛙心标本时，勿伤及静脉窦。
(2)上述各实验项目，一旦出现变化就应立即用新鲜任氏液换洗，以免心肌受损，但必须待心功能恢复正常后方能进行下一步实验。
(3)蛙心插管液面应保持恒定，以免影响结果。
(4)滴加药品和换取新鲜任氏液须及时标记，以便观察分析。
(5)吸新鲜任氏液和吸蛙心插管内废液的滴管应区分专用，不可混淆使用，以免影响实验结果。
（6)药物作用不明显时，可适量增加，密切观察药物剂量添加后的实验结果。
［思考题］
（1)正常蛙心搏动曲线各个组成部分，分别反映了什么？
（2)分析加入各种离子或药品后心搏曲线变化的原因。
(胡 弼)
第二节 急性犬失血性休克及救治
&nwww.med126.combsp; ［实验目的］
(1)用放血的方法复制犬失血性休克模型。
(2)观察失血前和失血性休克后血流动力学改变和微循环变化。
(3)探讨失血性休克的发生机理，熟悉救治措施。
(4)观察补充血容量和给血管活性药物治疗后血流动力学改变和微循环变化。
［实验动物］
家犬，性别不拘。
［药品、器材］
3％戊巴比妥钠、125单位/ml肝素生理盐水、生理盐水、微循环灌流液(台氏液加1％明胶)、5％葡萄糖液、酚妥拉明，手术器械，10ml、20ml、50ml注射器，100ml烧杯、储血瓶，输尿管插管、动脉导管及压力传感器、静脉导管及压力传感器、呼吸传感器、微循环观察装置(灌流盒、连续变倍显微镜)，生物信息采集处理仪，AVL血气分析仪。
［观察指标］
(1)血流动力学指标：动脉血压、脉压差、心率、中心静脉压。
(2)微循环指标：微血管内血流速度、微血管直径、毛细血管数/固定视野内、白细胞附壁及嵌塞。
(3)尿量(滴或ml/min)。
(4)呼吸频率与幅度。
(5)休克前和休克后血气和酸碱指标变化：动脉血pH、PaO2、PaCO2、AB、SB和BE。
［方法、步骤］
(1)取成年家犬一只，称重后静脉注射3％戊巴比妥钠(30mg/kg)全身麻醉。
(2)将麻醉犬仰卧固定于犬实验台，颈前部和腹股沟部备皮。作长6～8cm的颈部正中切口，分离出气管，在甲状软骨下2～3cm处作倒“T”形切口，插入Y型气管插管并固定，Y型管一侧与呼吸传感器相连，信号传入生物信息采集处理仪记录呼吸变化。
(3)分离左颈总动脉，插入动脉导管，压力信号经压力传感器传入生物信号采集处理仪，记录动脉血压和脉压差。分离右颈外静脉，插入静脉导管(插入导管长度约15cm左右，相当于上腔静脉入右心房口处) ，压力信号经压力传感器传入生物信号采集处理仪，记录中心静脉压。
(4)在左侧腹股沟部触及股动脉搏动后，沿动脉走行方向作约4cm长切口，分离出左股动脉和静脉，分别作股动脉和股静脉插管，两插管经三通与储血瓶和输液瓶相连通，以备放血和输液。插管操作完毕先从输液瓶向股静脉缓慢输入生理盐水(5～10滴/分)，保执业兽医持静脉畅通。
(5)在耻骨联合上作下腹部正中切口(切口长约5cm)，找到膀胱，排空尿液后，将膀胱从腹腔拉出，在背面膀胱三角区找到双侧输尿管入口，分离双侧输尿管并插入输尿管插管，记录每分钟尿滴数。
(6)在右侧腹直肌旁作约6cm长切口，钝性分离肌层，打开腹腔后，轻轻拉出一段游离度较大的小肠肠袢，放置在微循环恒温灌流盒内，使肠系膜置于灌流盒载物台上，用显微镜观察肠系膜微循环。
(7)放血前记录观察指标：观察记录血流动力学指标、微循环指标、尿量、呼吸、血气和酸碱指标。
(8)放血复制失血性休克；
①记录各项指标后，将与股动脉插管相连的三通向储血瓶开放，降低储血瓶高度并松开动脉夹，快速放血，在15分钟内使平均动脉压降至40mmHg。调节储血瓶高度以长期维持血压在40mmHg。为防止血液凝固，储血瓶内应在股动脉插管前加入肝素生理盐水5mg。
②根据实验时间决定维持40mmHg血压时间的长短，维持时间不应少于30分钟，在此段时间内应观察记录好各项指标的变化。
(9)失血性休克救治：
①用动脉夹夹闭股动脉近心端停止放血，三通开关向输液瓶开放。将储血瓶内的血液倒入瓶口有双层过滤纱布的输液瓶内，快速从股静脉输回血液及与失血量等量的生理盐水(250滴/分)。
②输血输液后，观察记录各项指标以及微循环恢复状况。
③用酚妥拉明10mg加入100ml 5％葡萄糖溶液中静脉滴注，100滴/分。输注完毕后，观察记录各项指标以及微循环变化。
［注意事项］
(1)尽量减少手术性出血，勿使用手术刀和剪刀分离血管和肌层。
(2)牵拉肠袢要轻，以免损伤肠系膜影响微循环观察或引起低血压。
(3)压力传感器内应事先充盈肝素生理盐水并排尽气泡，安置高度应与心房水平一致。
(4)观察微循环时，应始终固定视野，先选好标志血管，分清动脉、静脉和毛细血管，画出观察视野图并标明动脉、静脉和毛细血管。
［思考题］
(1)如果不给失血性休克家犬输回原血，或者临床上救治失血性休克病人又暂时得不到血液，你将如何进行救治？请设计救治方案。
(2)为防止缺血缺氧对组织细胞损害，还可选择哪些药物？
(3)本实验中是否存在缺血-再灌注损伤？
(孙文清 金海燕)
第三节 药物的量效关系与竞争性拮抗
［实验目的］
（1)观察应用酚妥拉明前后，不同剂量新福林对离体兔主动脉的收缩作用，加深对激动剂、拮抗剂、量效关系和竞争性拮抗的理解。
（2)了解离体血管实验方法。
［实验动物］
家兔（1.8～2.5kg)，性别不拘。
［药品、器材］
生物信号采集处理仪、张力传感器、离体血管浴槽装置一套、超级恒温水浴器、氧气钢瓶、手术器械一套，培养皿、烧杯、1毫升注射器、万能支架、克氏液、砝码等，酚妥拉明：10-5M，新福林10-8M、10-7M、10M-6 、10M-5、10M-4、10M-3、10-2M、。
［观察指标］
用药前后血管环张力变化。
［方法、步骤］
（1)准备好灌流系统，调节浴槽水温于37.4℃，调节恒温浴槽中克氏液为20毫升，标记好液面高度，连接并调好张力传感器和生物信号采集处理仪。
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（2)取家兔一只，于耳缘静脉注射空气处死。迅速打开胸腔，摘除心肺，找到并取出整段胸主动脉(约6厘米)，放入盛有预先冰冷的充氧克氏液的培养皿中。用克氏液将淤血冲洗干净，仔细剥离血管壁结缔组织，然后将血管剪成宽约4毫米的血管环。用两个不锈钢的钩将血管环置于浴槽内，一端固定于浴槽底部，另一端与传感器相连(图8-3)，控制通氧速度为每秒1～2个气泡。
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图8-3 离体血管描记装置
（3)血管环取静息张力5克平衡约45分钟后，走一段基线，从10-8M浓度开始，依次加入浓度按对数值等距递增的新福林溶液0.2毫升(稀释100倍)，至收缩达最大值(增加剂量不再使收缩加强)为止。换入新鲜克氏液冲洗3～4次，重新平衡约20分钟，使血管张力恢复到基线位置。预先加入酚妥拉明10-5M(终浓度)0．2毫升。然后重复上述给药步聚，观察收缩幅度的变化。
（4)实验完毕，打印记录结果，测量每次加新福林后收缩曲线高度，换算为收缩力，以克表示。
将结果填入下表：
表8-1 不同浓度新福林引起血管环收缩幅度(克)
| 10-8 | 10-7 | 10-6 | 10-5 | 10-4 | 10-3 | 10-2 | |
| 用酚妥拉明前 用酚妥拉明后 |
（5)以血管环收缩幅度为纵坐标，药物对数浓度为横坐标，将应用酚妥拉明前后新福林引起血管环收缩的两条量效曲线绘入同一坐标纸上。
［注意事项］
1．制备血管环时，不要用镊子用力夹，不要过分牵拉，以免损伤血管内皮。
2．浴槽内的的温度控制必须在37.0土2℃，氧气供给量不宜过大。
3．平衡要好，整个操作期间不能有振动，否则需重新平衡15分钟以上。
4．本实验属于定量观察，每次所加液量、药量必须准确。
［思考题］
（1)什么是激动剂?什么是拮抗剂?
（2)何谓竞争性拮抗?其量效关系曲线将如何改变?
（廖端芳 谢志忠)
