第十章 呼吸系统
第一节 缺氧
【实验目的】
(1)了解复制实验性缺氧模型的几种方法。
(2)掌握不同类型缺氧的特点。
(3)了解缺氧过程动物呼吸、循环改变特点。
【实验原理】
（一)低张性缺氧
由于吸入气氧分压下降，动脉血压（PaO2)降低（低张性缺氧)，PaO2＜60mmHg时，刺激外周化学感受器，反射性地引起呼吸加深加快，心率增快。由于PaO2降低致血氧饱和度降低，毛细血管血液中还原血红蛋白增多，动物口唇粘膜呈青紫色。
（二)一氧化碳中毒性性缺氧
吸入一氧化碳与空气的混合气体，一氧化碳入血后与红细胞中的血红蛋白结合，形成碳氧血红蛋白，碳氧血红蛋白不能携带氧，且能抑制氧和血红蛋白中的氧离解，导致缺氧。由于此时外呼吸功能正常，故PaO2正常（等张性缺氧)，呼吸频率一般不增快。因碳氧血红蛋白为樱桃红色，故动物口唇粘膜及内脏呈樱桃红色。
（三)亚硝酸盐中毒（血液性缺氧)
亚硝酸盐可使大量血红蛋白氧化成高铁血红蛋白。高铁血红蛋白中的Fe3+与羟基牢固结合而失去携带氧的能力，还使剩余的Fe2+与氧的亲和力增强，引起氧离曲线左移，导致缺氧。高铁血红蛋白为咖啡色，故动物口唇粘膜及内脏颜色呈咖啡色或类似发绀（肠源性发绀)。
（四)氰化物中毒（组织中毒性缺氧)
给动物注入氰化物后，在体内分解成CN-，CN-迅速与线粒体呼吸链中的氧化型细胞色素氧化酶中的Fe3+结合成氰化高铁细胞色素氧化酶，阻碍其还原为Fe2+的还原型细胞色素氧化酶，使呼吸链的电子传递无法进行，导致氧利用障碍（组织性缺氧)。由于氧利用障碍，毛细血管血液中氧和血红蛋白增多，氧和血红蛋白呈现红色，故氰化物中毒动物口唇粘膜及内脏呈鲜红颜色。
【实验对象】
家兔，体重2-3kg，雌雄不限。小白鼠，雌雄不限。
【实验药品与器材】
20％氨基甲酸乙酯（或3%戊巴比妥钠)，300单位/毫升肝素，10％亚硝酸钠，0.125％氰化钾（使用前发放)无氧水，手术器械，注射器，取血器，生物信号记录仪，再吸入式缺氧装置，一氧化碳缺氧装置，血气分析仪，超级恒温水浴，烧杯（500毫升)，动脉插管。
【实验观察指标】
呼吸、血压曲线，呼吸频率、幅度，血液颜色，口唇粘膜及内脏颜色，血氧分压。
【实验方法与步骤】
（一)低张性缺氧
(1)称重、麻醉和固定动物
家兔称重后，用20%氨基甲酸乙酯5ml/kg或3％戊巴比妥钠溶液1ml/kg。麻醉后，将动物仰卧位固定在实验台上，颈前部及股部备皮。
(2)抗凝
从耳缘静脉注入300单位/毫升肝素（2毫升/公斤)。
(3)气管插管、动脉插管
颈部手术：分离气管和双侧颈总动脉，行气管插管术和颈动脉插管术；股部手术：分离股动脉，行股动脉插管术。
(4)呼吸、血压描记
描记一段正常呼吸、血压曲线；夹闭颈总动脉十秒钟，记录血压变化；由股动脉放血约2毫升，测定动脉血氧分压。
(5)复制低张性缺氧
将再吸入式缺氧装置连在气管的侧管上（见图10-1)，此时只能在瓶内呼吸，记录缺氧时间，观察缺氧过程中呼吸、血压、动脉套管内血液颜色，口唇粘膜颜色等变化。缺氧后3分钟，呼吸明显改变时，再次股动脉放血，测血氧分压。
(6) 低张性缺氧对血压调节的反应
当呼吸变浅或呼吸不规则、血压开始下降时，再次夹闭颈总动脉十分钟，观察血压变化。随后继续缺氧至死亡。
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图10-1 再吸入式缺氧装置
（二)一氧化碳中毒性缺氧
(1)～(3)同低张性缺氧。
(4) 呼吸、血压描记
将一氧化碳缺氧装置连于气管插管的侧管上（见图 )，描记一段正常呼吸、血压曲线；夹闭颈总动脉十秒钟，记录血压变化；由股动脉放血约2毫升，测定动脉血氧分压。
(5)打开装有一氧化碳气囊的螺旋夹，使家兔吸入一氧化碳和空气的混合气体，记录缺氧时间，观察缺氧过程中呼吸、血压、口唇粘膜颜色的变化。吸入一氧化碳3分钟，再次股动脉放血，测血氧分压。
(6)待呼吸变浅时，再次观察夹闭颈总动脉的反应，继续缺氧至死亡。
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图1执业医师0-2 一氧化碳缺氧装置
（三)亚硝酸盐中毒（血液性缺氧)
(1)取小鼠一只，待安静后数呼吸频率。
(2)腹腔注射10％亚硝酸钠1毫升，每2分钟数呼吸频率一次直至死亡。
(3)观察耳、尾血管颜色，尸检观察内脏、血液颜色。
（四)氰化物中毒（组织中毒性缺氧)
(1)取小鼠一只，称重并待安静后数呼吸频率。
(2)腹腔注射0.125％氰化钾（按0.1毫升/10克体重)立即观察呼吸变化，死亡尸检观察内脏、血液颜色，并与前者相比较。
【实验注意事项】
1．再吸入式缺氧装置不能漏气。
2．氰化物剧毒操作要小心。
3．腹腔注射勿误入血管或内脏。
【思考题】
根据缺氧类型和实验结果说一说各型缺氧的特点及其代偿机制。
（冯大明)
第二节 呼吸运动的调节
【实验目的】
(1)观察各种理化因素（PCO2、PO2和［H+］)对呼吸运动（呼吸频率、节律和幅度)的影响。
(2)分析各因素的作用途径，了解呼吸运动的调节机制。
【实验原理】
呼吸运动是呼吸中枢节律性活动的反映。呼吸中枢通过传出神经（膈神经和肋间神经)支配呼吸肌收缩与舒张而产生呼吸运动。不同生理状态下，随着机体代谢需要的变化，可通过神经系统反射性调节呼吸运动的频率、节律和幅度，使肺的通气量发生改变，从而维持血液中O2和CO2含量与正常水平。反射性调节的重要环节有呼吸中枢、肺牵张反射以及外周化学感受器。体内外各种刺激因素可直接作用于中枢部位或通过外周不同的感受器反射性的影响呼吸运动。
【实验对象】
家兔，性别不拘。
【实验药品与器材】
20％氨基甲酸乙酯、125单位/ ml肝素生理盐水、3％乳酸，气管套管、动脉导管(连接三通开关) ，50cm长橡胶管1根，1ml、5ml、20ml注射器各1支，手术器械1套，二氧化碳气球、氮气气球，呼吸传感器，生物信号采集处理系统一套，AVL血气分析仪。
【实验观察指标】
(1)呼吸频率、幅度.
(2)血气指标：动脉血氧分压(PaO2) 、动脉二氧化碳分压(PaCO2) 、动脉血pH。
【实验方法与步骤】
(1)称重、麻醉和固定动物
家兔称重后，从耳缘静脉缓慢注入20％氨基甲酸乙酯溶液(5 ml/kg)全身麻醉，仰卧固定于兔台上。
(2)气管插管
颈部备皮后，沿颈部正中作4～6cm长皮肤切口，按实验动物气管常规分离方法分离暴露出气管，在环状软骨下0.5～1cm处作一倒“T” 形切口，然后插入“┫”形气管插管，气管插管一端通气口接呼吸传感器并输入生物信号采集处理系统前置放大器。
(3)颈总动脉插管
按实验动物颈动脉常规分离方法分离暴露颈总动脉，结扎远心端后，用动脉夹夹闭近心端，在靠近远心端结扎处剪开动脉(剪口呈45°角，约为动脉直径1/3) ，插入与三通开关相连接的动脉导管，以备取血。
(4)取血测血气指标
用1ml注射器吸取少量肝素溶液，将管壁湿润后推出，使注射器死腔和针头内充满肝素。打开动脉导管三通开关，松开动脉夹，弃去最先流出的几滴血，迅速取下注射器针头中国卫生人才网将注射器插入三通口取血1ml(勿进入气泡) 。关闭三通开关后，拨出注射器并立即套上针头，将针头插入软木塞隔绝空气，以中指轻弹注射器管壁10～20秒钟，使血液与肝素充分混合。
(５)无效腔增大对呼吸的影响
取血测血气指标并记录一段稳定的呼吸波后，将50cm长的橡胶管接在气管插管的另一通气口上。记录呼吸波型并存盘，待实验结束后打印结果。5～10分钟后于颈动脉导管三通处取血1ml测血气指标，同时，从气管插管的侧管上取下橡胶管。待5～10分钟后，家兔恢复了正常平静呼吸即可做下一步实验。
(６)吸入二氧化碳气对呼吸的影响
将CO2气球出气管(细塑料管) 从气管插管侧管插入到达气管切开部位，打开出气管开关，保持恒定的气流量(气流量过大会导致动物死亡或影响呼吸传感器对真实呼吸波的记录) ，记录呼吸波，一旦呼吸频率和幅度出现明显变化，即可停止CO2的吸入，以免动物因吸入CO2过量死亡，同时，取血测血气指标。
(７)吸入氮气对呼吸的影响
家兔恢复平静呼吸后，将氮气球出气管(细塑料管) 从气管插管的侧管插入到达气管切开部位，打开出气管开关，保持气流恒定。记录家兔吸入氮气后的呼吸波，一旦出现明显变化，即可停止氮吸入，同时取血测血气指标。
(８)血液酸碱度对呼吸的影响
家兔恢复正常呼吸后，从耳缘静脉注入3％乳酸溶液2ml。记录呼吸波并取血测血气指标。
(９)迷走神经对呼吸的影响
如注射乳酸后，家兔呼吸不能在短时间内恢复正常，可根据测得的BE值，按下式补碱治疗：
BE绝对值×体重(kg) ×0.3＝所需补充碳酸氢钠的量(mmol)
(0.3是HCO3-进入体内分布的间隙，即体重×30％)
5％碳酸氢钠1ml＝0.6mmol
所需补充的5%碳酸氢钠ml数=所需补充碳酸氢钠mmol数/0.6
待家兔恢复平静呼吸后，先剪断一侧迷走神经(颈总动脉旁边最粗的神径) ，观察此时呼吸频率、幅度是否明显变化，然后，再剪断另一侧迷走神经，观察呼吸波变化。
【实验注意事项】
(1)麻醉动物时，应缓慢推注麻药，当动物自然倒下，牵拉后肢无抵抗感及肌肉松驰，表明麻药注入量已足够。有的家兔吃食过多，如给足按体重计算的麻药会导致麻醉过深，抑制呼吸或死亡。
(2)每完成一项观察步骤后，必须等呼吸恢复到正常水平，才可进行下一项目的实验。
(3)为测定出准确的血气指标变化，应严格按要求取血。
【思考题】
(1)无效腔增大为何引起呼吸运动变化？请解释其变化的机制。
(2)请解释缺氧、二氧化碳增多和pH值下降时呼吸运动变化的机制。
(3)迷走神经对呼吸运动有何调节作用？
(金海燕、韩伟)
【实验目的】
(1)复制急性张力性气胸和胸腔积液的病理模型，观察其对外呼吸功能的影响。
(2)掌握对急性张力性气胸和胸腔积液引起的呼吸衰竭的救治原则和基本方法。
【实验原理】
胸膜腔内的压力随呼吸运动而变化，但始终低于大气压，处于负压状态，使肺维持扩张状态，这是肺能随胸廓扩张和缩小而被动张缩通气的必要条件。气体进入胸膜腔内称为气胸，液体进入胸膜腔内称为胸腔积液，气胸和胸腔积液时胸膜腔负压被破坏，此时肺由于弹性回缩力而萎缩，通气功能丧失，出现限制性肺泡通气不足，同时，由于肺弥散面积减少，气体弥散功能障碍，导致患侧肺通气/血流比例降低，出现静脉血掺杂，而健侧肺因代偿通气过度，通气/血流比例升高，出现死腔样通气。气胸和胸腔积液使血液中PaO2降低或/和PaCO2升高，可导致Ⅰ型呼吸衰竭（PaO2降低)或Ⅱ呼吸衰竭（PaO2降低伴PaCO2升高)，合并呼吸性或/和代谢性酸中毒。
本实验通过一侧胸壁穿刺注入空气和生理盐水的方法复制气胸和胸腔积液的模型，观察实验动物胸膜腔内压力、呼吸运动和血气的变化，并实施救治。
【实验对象】
家兔，性别不拘。
【实验药品与器材】
20%氨基甲酸乙酯、生理盐水、5％碳酸氢钠， 1ml、20ml、50ml注射器各1支，粗注射针头1个，水检压计，动脉导管(接三通开关) ，气管插管，手术器械一套，呼吸传感器一支，生物信号采集处理仪，AVL血气分析议。
【实验观察指标】
(1)呼吸频率、幅度。
(2)胸膜腔内压
(3)血气指标：动脉氧分压(PaO2)、动脉二氧化碳分压(PaCO2)、PH值，BE值。
【实验方法与步骤】
(1)动物称重、麻醉和固定
称重后，按5ml/kg从耳缘静脉缓慢推注20%氨基甲酸乙酯，全麻后，将家兔仰卧固定在兔台上。
(2)气管插管
按实验动物常规气管分离方法分离暴露气管，在气管甲状软骨下0.5～1cm处作倒“T” 形切口，将“┫”形气管插管插入，插管的一端通气口与呼吸传感器相连并输入生物信号采集处理仪记录呼吸波。
(3)颈总动脉插管
按实验动物颈动脉常规分离方法分离暴露颈总动脉，结扎远心端，用动脉夹夹闭近心端。在靠近远心端结扎处剪口，插管后将动脉与插管结扎固定。取血测血气指标。
(4)复制气胸
将与水检压计相连的粗注射针头在家兔右胸第4或第5肋间锁骨中线处，沿肋骨上缘垂直插入胸腔，当看到水检压计内红色水柱上下波动时，说明针头己进入胸膜腔内，应停止进针。观察记录胸内压(此时水检压计的“O” 刻度应与家兔胸腔在同一水平) 。打开三通开关，使胸膜腔与大气相通而形成气胸，记录呼吸波和胸腔内压，待兔唇发绀后取血测血气指标。
(5) 气胸的治疗
用注射器与三通连接，抽出胸腔内气体，使胸腔内压恢复正常。5分钟后取血测血气指标。
(6)复制胸腔积液
用注射器抽出胸腔气体，待兔唇发绀消退、呼吸平稳后，再抽取30～50ml生理盐水注入右胸腔。记录呼吸波，待兔唇再次发绀后取血测血气指标。
(7) 胸腔积液的治疗
将胸腔内生理盐水抽出并松绑，观察家兔能否存活，5分钟后取血测血气指标。
【实验注意事项】
(1)动物不能麻醉过深，以免抑制呼吸中枢。
(2)胸腔穿刺不宜过猛过深，以免刺破肺组织、纵隔内大血管，隔肌甚至肝脏。
【思考题】
(1)平静呼吸时，胸内压为何低于大气压？
(2)胸壁贯穿伤后，胸内负压是否继续存在？为什么？
(3)气胸和胸腔积液引起的通气障碍属哪种类型？血气指标会发生何种变化？
(金海燕、韩伟)
